Synthetische Biologie

Grundidee und Entwicklung

Synthetische Biologie ist ein Fachgebiet zwischen Molekularbiologie, organischer Chemie, Ingenieurwissenschaften, Nanobiotechnologie und Informationstechnik. Biologen, Chemiker und Ingenieure entwickeln dabei biologische Systeme, die in der Natur nicht vorkommen. Ziel sind Moleküle, Zellen und Organismen mit neuen, gezielt geplanten Eigenschaften.

Dazu gibt es drei wichtige Strategien: Künstliche biochemische Systeme werden in Lebewesen eingebaut; chemische Systeme werden nach biologischen Vorbildern schrittweise so aufgebaut, dass sie Eigenschaften von Lebewesen zeigen (biomimetische Chemie); oder Organismen werden auf ein Minimalgenom reduziert. Dieses Minimalgenom dient als Gerüst, in das biologische Bausteine („bioparts“) für biologische Schaltkreise eingebaut werden können. Anders als bei der Gentechnik, bei der beispielsweise einzelne Gene übertragen werden, sollen vollständige künstliche biologische Systeme entstehen. Diese unterliegen weiterhin der Evolution, sollen aber möglichst mutationsrobust sein.

Wichtige Stationen sind die Verwendung des Begriffs durch Waclaw Szybalski 1978 für neue Genanordnungen, die heutige Begriffsprägung durch Eric Kool im Jahr 2000 und die erste internationale Konferenz SB 1.0 am MIT 2004. Im Januar 2008 berichtete eine Gruppe um Craig Venter über das vollständig synthetisch hergestellte Erbmaterial von Mycoplasma genitalium JCVI-1.0. Im Mai 2010 wurde ein synthetisches Genom von Mycoplasma mycoides in eine DNA-freie Zelle von Mycoplasma capricolum übertragen; die Zellen vermehrten sich danach normal.

Veränderungen von DNA, RNA und Enzymen

Bei der Konstruktion von DNA wird sowohl das Rückgrat als auch der genetische Code verändert. Das natürliche DNA-Rückgrat besteht aus hydrophilen, also wasseranziehenden, Bausteinen: Phosphat und Desoxyribose-Zucker. In den 1980er Jahren ersetzte man sie teilweise durch lipophile, fettanziehende Bausteine, damit Moleküle die lipophile Zellmembran passieren können. Die Annahme, dass Polymerasen trotzdem die komplementären Basen richtig erkennen würden, bestätigte sich nicht: Bei der Replikation entstanden viele falsche Basenpaarungen. Bei PNAs (polyamide-linked nucleic-acid analogues) waren Ketten nur noch 15 bis 20 Bausteine lang. Nukleinsäuren mit Threose waren dagegen besonders stabil. Zu stabile Basenpaarungen könnten jedoch die Variation und damit die Evolutionsfähigkeit einschränken. Gesichert ist, dass das Phosphat-Ribose-Gerüst für die Erkennung durch Polymerasen wichtig ist.

Der natürliche genetische Code nutzt Triplett-Codons aus vier Basen. Erweiterungen können Quadruplett- oder Pentaplett-Codons verwenden, erfordern aber ein Redesign der Ribosomen. Nicht natürliche Aminosäuren lassen sich bereits einbauen, indem die Interpretation des amber-Codons UAC als Stopp-Codon durch eine passende tRNA verändert wird. Für mehrere künstliche Aminosäuren sollen zusätzlich Quadrupletts erkannt werden. Heinz Neumann, Jason W. Chin et al. testeten 2010 in Escherichia coli die Ribosomenvariante „ribo-Q1“: Das zyklisch geschlossene Calmodulin GST–CaM–His₆ erhielt die künstlichen Aminosäuren p-Azido-L-Phenylalanin (AzPhe) und N⁶-[(2-Propynyloxy)carbonyl]-L-Lysin (CAK). Solche Protein-Abkömmlinge sind widerstandsfähiger gegen Hitze, extreme pH-Werte und weitere Stressfaktoren.

Zusätzliche Basenpaare sind möglich, weil die Zahl und räumliche Anordnung von Wasserstoffbrücken-Donoren und -Akzeptoren variiert werden kann. Theoretisch ergeben sich zwölf Kombinationen von Purinen und komplementären Pyrimidinen mit drei Wasserstoffbrückenbindungen. Vier neue Basenpaare würden 448 neue Codons ermöglichen. Mit modifizierten Polymerasen kann solche DNA repliziert werden. Die Versuche widersprachen außerdem dem damaligen Modell, nach dem DNA-Reparaturenzyme entlang der kleinen Furche der Doppelhelix nach bestimmten Elektronenpaaren suchen.

Ein Beispiel für veränderte RNA sind mRNA-Impfstoffe gegen SARS-CoV-2: Tozinameran (Comirnaty) von Biontech/Pfizer/Fosun und mRNA-1273 von Moderna verwenden modifizierte mRNA. Zorecimeran von Curevac verwendet dagegen unmodifizierte RNA. Beim Enzymdesign versuchte Kevin Ulmer ab 1983, Bausteine wie α-Helix und β-Faltblatt zu neuen Enzymen mit vorbestimmten Eigenschaften zusammenzusetzen. Wegen wenig bekannter Wechselwirkungen weit voneinander entfernter Aminosäurereste gelang kein allgemeines Baukastensystem. Entwickelt wurden jedoch Enzyme für DNA-Sequenzierung, als reverse Transkriptasen und für Waschmittel.

Stoffwechselwege, genetische Schaltkreise und Zellen

Transgene Organismen können mit Rekombinationstechnik Stoffe herstellen, die sie natürlicherweise nicht bilden. Meist werden ein Strukturgen, ein Promotor und Steuergene in das Wirtsgenom eingebaut. Ein Beispiel ist die Insulinsynthese durch Escherichia coli. Die synthetische Biologie möchte darüber hinaus modulare, je nach Bedarf kombinierbare Gene schaffen, die auch neue Stoffwechselwege in Zellen etablieren. Dies ist bisher wegen der unzureichend bekannten Wechselwirkungen und Regulationsmechanismen vieler Stoffwechselwege nicht als allgemeines modulares System gelungen.

In einem E.-coli-Stamm wurde jedoch der Weg von Acetyl-CoA zu Amorphadien aufgebaut. Amorphadien ist eine Vorstufe von Artemisinin, das gegen Malaria eingesetzt werden kann. Verwendet wurden Gene aus der Blutregenalge Haematococcus pluvialis und der Hefe Saccharomyces cerevisiae. Der Einjährige Beifuß (Artemisia annua) bildet Artemisin nur in ungenügenden Mengen.

Biochemische Signalwege steuern die Genexpression: Ein Signalmolekül kann etwa einen Repressor verändern, sodass die RNA-Polymerase die Transkription beginnen kann. Die daraus entstehenden Stoffwechselprodukte können wiederum Gene aktivieren oder hemmen. Erstmals wurden zwei in der Natur unabhängige Signalwege so gekoppelt, dass ein eigentlich wachstumsförderndes Signal Zelltod auslöste.

„BioBricks“ sind modulare genetische Einheiten mit vorher festgelegten Aufgaben, ähnlich Bauteilen elektronischer Schaltkreise. Ihre Unabhängigkeit von der genetischen und zellulären Umgebung ist jedoch nicht gesichert. Drew Endy entwickelte den „Repressilator“: Drei sich gegenseitig hemmende BioBricks erzeugen durch zeitliche Verzögerung eine Oszillation; ein Baustein bildet ein Fluoreszenzprotein, sodass Bakterien periodisch leuchten.

Solche Schaltkreise sind schwer berechenbar: Sie stehen in Lebewesen unter Evolutionsdruck, belasten die Wirtszellen und können unerwünschte Wechselwirkungen verursachen. Bereits nach einer Stunde zeigten 58 % der manipulierten Zellen nicht mehr das gewünschte Verhalten. Als denkbare Anwendung werden Bakterien genannt, die Landminen über die TNT-Konzentration im Boden durch verschiedenfarbiges Leuchten anzeigen. Außerdem wird an künstlichen Chloroplasten und synthetischen roten Blutzellen geforscht. Letztere könnten funktionelle Frachten wie Hämoglobin, Nanopartikel, Biosensoren und Medikamente transportieren.

Synthetische Genome und Minimalorganismen

Die ersten Genomsynthesen nutzten Fusions-PCR zur Herstellung von Genen aus Oligonukleotiden. 2002 setzten Jeronimo Cello, Aniko V. Paul und Eckard Wimmer infektiöse Polioviren in vitro zusammen. 2003 synthetisierten Hamilton O. Smith und Craig Venter den Bakteriophagen PhiX174 mit 5386 Basenpaaren vollständig. Ende 2006 konnten synthetische DNA-Moleküle bis etwa 35.000 Basenpaare hergestellt werden.

2010 wurde Mycoplasma mycoides JCVI-syn1.0 vorgestellt. Sein 1,08 Millionen Basenpaare umfassendes Erbgut wurde aus chemischem Rohmaterial synthetisiert und in ein DNA-freies Bakterium von Mycoplasma capricolum übertragen. Die Zellen replizierten sich selbst und wuchsen exponentiell. 2016 folgte Syn 3.0: Das Genom wurde von 1079 Kilobasenpaaren auf 531 kbp verkürzt und enthielt 473 Gene, also 57 weniger. Bei 149 Genen des Minimalgenoms blieb die Funktion unklar.

2019 entstand Syn61, eine Variante von Escherichia coli mit nur 61 statt 64 Codons. In ihrem 4-Megabasen-Genom wurden zwei der sechs Serin-Codons und eines der drei Stoppcodons entfernt. Solche Bakterien könnten potenziell gegen sämtliche Bakteriophagen immun sein. Das Synthetic Yeast Project (Sc2.0) arbeitet an einer vollständig künstlichen Version von Saccharomyces cerevisiae. Im Herbst 2023 waren mehr als 50 % des Genoms ersetzt; sämtliche tRNA-Gene wurden auf einem zusätzlichen künstlichen Chromosom zusammengefasst. Im August 2026 wurde außerdem die KI-gesteuerte Synthese neuer Virusvarianten auf Grundlage von PhiX174 berichtet, darunter Evo-Φ36.

Rekonstruktion und Computersimulation

Bei der Genom-Rekonstruktion zerlegte Endys Team das Genom des Bakteriophagen T7 in bekannte funktionelle Einheiten, setzte diese unterschiedlich wieder zusammen und prüfte jede Kombination. Damit sollte zwischen essentiellen und überflüssigen oder redundanten Bestandteilen unterschieden werden. Die Forschung soll klären, welches Minimalgenom für den Übergang von unbelebten chemischen Systemen zu Lebewesen nötig ist. Durch Austausch der Gene für rezeptorbindende Proteine können Bakteriophagen zudem andere Bakterienwirte infizieren als ihre Wildtypen.

Experimente in silico ergänzen Untersuchungen in vivo im lebenden Organismus und in vitro im Reagenzglas durch Computersimulationen. Simuliert werden etwa die Membranbildung aus amphiphilen Molekülen oder die Faltung von Proteinen. DNA-Sequenzen des menschlichen Genoms können in Aminosäuresequenzen übersetzt, mit Proteinen von Modellorganismen verglichen und als räumliche Proteinstrukturen modelliert werden. So können Wirkstoffe gesucht oder konstruiert werden, die ein Protein beeinflussen. Auch regulatorische Netzwerke lassen sich simulieren; Kammerflimmern des Herzens wurde anhand von vier Genen, deren Aktivität sich verändert, im Computer reproduziert.

Biosicherheit, Ethik und Vernetzung

Synthetische Biologie bietet mögliche Anwendungen, kann aber auch Risiken verursachen. In den USA und teilweise in Großbritannien steht besonders das Dual-Use-Problem im Mittelpunkt: Wissen und Verfahren könnten von (Bio-)Terroristen missbraucht werden. Die Sequenzierung pathogener Viren wie Spanische Grippe und Polio löste deshalb Diskussionen aus, ob und wie die Synthese pathogener Genome begrenzt werden sollte. Die International Association of Synthetic Biology erarbeitete 2008 in München Grundlagen für einen Maßnahmenkatalog zur Biosicherheit.

In Europa werden eher unbeabsichtigte Folgen für Gesundheit und Umwelt sowie ethische Fragen und geistiges Eigentum diskutiert. Debatten über gentechnisch verändertes Saatgut oder Stammzellen zeigen mögliches Konfliktpotenzial neuer Technologien. In Deutschland vernetzt die German Association for Synthetic Biology e. V. (GASB) Forschende und informiert die Öffentlichkeit. Auch die Studiengruppe „Synthetische Biologie“ der Gesellschaft für Biochemie und Molekularbiologie (GBM) fördert den Austausch von Fachleuten und Nachwuchswissenschaftlern.