Desoxyribonukleinsäure

Aufgabe und Vorkommen der DNA

Desoxyribonukleinsäure, meist DNA genannt, ist eine Nukleinsäure aus Desoxyribonukleotiden. Sie trägt die Erbinformation aller Lebewesen und der DNA-Viren. In Genen speichert die Reihenfolge der Nukleotide Information. Diese kann in RNA umgeschrieben werden und bei mRNA die Bauanleitung für ein Protein liefern.

Bei Eukaryoten, also Pflanzen, Tieren und Pilzen, liegt der größte Teil der DNA als nukleäre DNA (nDNA) im Zellkern. Kleine Mengen befinden sich in Mitochondrien (mtDNA); Pflanzen und Algen besitzen zusätzlich DNA in Chloroplasten oder Plastiden (cpDNA). Prokaryoten wie Bakterien und Archaeen besitzen keinen Zellkern; ihre DNA liegt meist zirkulär im Cytoplasma. Viren enthalten je nach Typ DNA oder RNA als Erbinformation, jeweils durch eine Proteinhülle geschützt.

Bausteine, Einzelstrang und Doppelhelix

DNA ist ein Polymer, also ein langes Kettenmolekül aus Nukleotiden. Jedes Nukleotid besteht aus Phosphat, dem Zucker 2-Desoxyribose und einer Base. Die vier Standardbasen sind Adenin (A), Guanin (G), Thymin (T) und Cytosin (C). A und G sind Purine, T und C Pyrimidine. Zucker plus Base heißt Nukleosid. Die gleichartigen Zucker-Phosphat-Einheiten bilden das Rückgrat; die Basenfolge codiert die genetische Information.

Die Kohlenstoffatome der Desoxyribose werden von 1' bis 5' nummeriert. Die Base sitzt am 1'-Atom, das Phosphat am 5'-Atom. Über Phosphodiester-Bindungen zwischen der OH-Gruppe an 3' und dem 5'-Kohlenstoff des nächsten Nukleotids entsteht ein Einzelstrang mit einem 5'- und einem 3'-Ende. DNA-Polymerasen können neue Nukleotide nur am 3'-Ende anfügen; ein Strang wächst daher immer in 5'→3'-Richtung.

Meist bilden zwei entgegengesetzt gerichtete Einzelstränge eine Doppelhelix der B-DNA. A paart mit T über zwei Wasserstoffbrücken, C mit G über drei. Die Paarung macht die Sequenzen komplementär: Aus einem Strang lässt sich der Gegenstrang ableiten. Die Wasserstoffbrücken bestimmen vor allem die Spezifität; die Stabilität der Helix beruht hauptsächlich auf Stapelwechselwirkungen zwischen aufeinanderfolgenden Basen. Die B-Helix hat ungefähr 2 nm Durchmesser, 0,34 nm Anstieg pro Base und nach 10 Basen eine volle Windung von 3,4 nm. Ihre große Furche ist 2,2 nm, die kleine 1,2 nm breit; sequenzspezifische Proteine wie Transkriptionsfaktoren binden meist an die besser zugängliche große Furche.

Neben der häufigsten B-DNA gibt es A-DNA und linksgängige Z-DNA. Z-DNA tritt besonders in GC-reichen Abschnitten auf. Kurze Serien von AT-Paaren können die Helix dauerhaft krümmen; dies heißt sequenzinduzierte Beugung.

Verpackung in Zellen und bakterielle DNA

In eukaryotischen Zellen ist DNA mit Chromatinproteinen zu Chromatin und Chromosomen organisiert. Ein Chromosom enthält von der Anaphase bis zum Beginn der S-Phase einen langen, durchgehenden DNA-Doppelstrang in einem Chromatid. Nach der S-Phase besteht es aus zwei identischen DNA-Fäden in zwei Chromatiden. Weil ein DNA-Faden mehrere Zentimeter lang sein kann, ein Zellkern aber nur wenige Mikrometer Durchmesser hat, muss DNA stark verpackt werden. Besonders basische Histone bilden Nukleosomen, um die DNA auf der niedrigsten Verpackungsebene gewickelt wird. Während der Mitose kondensieren Chromosomen maximal und sind in der Metaphase gut lichtmikroskopisch erkennbar.

Prokaryotische doppelsträngige DNA liegt in den dokumentierten Fällen mehrheitlich als Kreis vor. Je nach Länge heißt ein solches Molekül Bakterienchromosom oder Plasmid. Topoisomerasen und Gyrasen erzeugen Supercoils, die den Platzbedarf verringern. Durch Schneiden und Wiederverknüpfen können Topoisomerasen die DNA an benötigten Stellen entdrillen, etwa für Transkription und Replikation.

Genetische Information, Transkription und Replikation

Gene sind DNA-Abschnitte, deren Basensequenz Baupläne für Proteine oder für Moleküle der Proteinsynthese und Stoffwechselregulation enthält. Bei der Transkription wird die Basensequenz eines Gens in die komplementäre Sequenz einer RNA überschrieben. RNA enthält Ribose statt Desoxyribose und Uracil statt Thymin, hat aber denselben Informationsgehalt. mRNA wird aus dem Zellkern ins Cytoplasma transportiert und dort für die Proteinsynthese verwendet. Bei der Translation ordnen Ribosomen mithilfe von tRNA jeweils drei aufeinanderfolgenden Basen, einem Codon, eine Aminosäure zu und verknüpfen diese zu einem Polypeptid. Ein Gen kann durch verschiedene Leseraster mehrere Proteine codieren; alternatives Spleißen der mRNA kann verschiedene Isoformen eines Proteins erzeugen. Beim Menschen sind über 90 Prozent der DNA nichtcodierend.

Bei der semikonservativen Replikation entstehen aus einem Doppelstrang zwei identische Doppelstränge: Jeder alte Einzelstrang dient als Matrize für einen neuen komplementären Strang. Topoisomerase entspiralisert die DNA, Helikase trennt sie an der Replikationsgabel. Primase setzt einen RNA-Primer, an den DNA-Polymerase passende Desoxyribonukleosidtriphosphate anfügt; durch Abspaltung zweier Phosphatteile wird Energie frei.

Der Leitstrang wird entlang einer alten 3'→5'-Matrize kontinuierlich gebildet. Der Folgestrang entsteht an der alten 5'→3'-Matrize stückweise von der Gabel weg: Die jeweils etwa hundert bis tausend Nukleotide langen Stücke heißen Okazaki-Fragmente. RNA-Primer werden entfernt, spezielle Polymerasen füllen die Lücken, und DNA-Ligase verbindet die Fragmente. Fehler bei diesem Vorgang können Mutationen verursachen.

Stabilität, Denaturierung und Schäden

Bei neutralem pH-Wert ist DNA wegen der Phosphate im Rückgrat negativ geladen. Dies ermöglicht beispielsweise die Auftrennung von DNA-Strängen nach ihrer Länge durch Agarose-Gelelektrophorese. Die Stabilität und der Schmelzpunkt sind sequenzabhängig. Besonders günstig sind Stapel von GC-GC; GC-reiche Abschnitte sind deshalb thermodynamisch stabiler als AT-reiche. Die unterschiedliche Zahl der Wasserstoffbrücken ist dafür weniger wichtig als die Stapelwechselwirkungen.

Der Schmelzpunkt T_m ist bei einem kooperativen Übergang die Temperatur, bei der die Hälfte der Doppelstränge in Einzelstränge denaturiert ist. Einzelsträngige DNA absorbiert UV-Licht etwa 40 Prozent stärker als doppelsträngige DNA, daher lässt sich T_m photometrisch bestimmen. Unterhalb von T_m können sich komplementäre Einzelstränge wieder zusammenlagern; dies heißt Renaturierung oder Hybridisierung und wird unter anderem bei PCR, Southern Blots und In-situ-Hybridisierung genutzt. Im Labor denaturieren Wärme und Chemikalien wie Formamid, Dimethylformamid, Guanidiniumsalze, DMSO, Harnstoff oder konzentriertes Natriumhydroxid DNA.

DNA-Schäden entstehen etwa durch UV- oder γ-Strahlung, Alkylierung und Oxidation. Beispiele sind die Umwandlung von Cytosin zu Uracil, UV-bedingte Thymin-Thymin-Dimere und 8-Oxoguanin, das mit Cytosin oder Adenin paaren kann. Schätzungen nennen 10^4 bis 10^6 neue Schäden pro Zelle und Tag. Reparaturmechanismen sind direkte Schadensreversion, Basen- und Nukleotidexcisionsreparatur, homologe Rekombination sowie Replikation mit speziellen Polymerasen. Polymerase η kann TT-Dimere fehlerfrei überbrücken; eingeschränkte Funktion führt häufig zu Xeroderma pigmentosum mit extremer Sonnenlichtempfindlichkeit.

Besondere Basen und Nachweis

Neben A, T, G und C kommen selten natürliche Nichtstandard- oder modifizierte Basen vor, besonders in Bakteriophagen. So kann Uracil Thymin ersetzen, und 2,6-Diaminopurin kann Adenin ersetzen. Methylierungen wie 5-Methylcytosin und N^6-Methyladenin sowie weitere Cytosin-Modifikationen werden im Zusammenhang mit Epigenetik untersucht; für vier Cytosin-Modifikationen in menschlicher DNA werden regulatorische Funktionen angenommen. Die Funktion nichtkanonischer Basen ist insgesamt nicht bekannt; sie wirken zumindest teilweise als molekulares Immunsystem gegen Virusinfektionen.

Synthetische Basen können das DNA-Alphabet erweitern. Theoretisch ermöglichen vier neue Basenpaare 448 neue Codons. Im Labor wurden unter anderem DNA mit sechs Basen sowie Hachimoji-DNA und -RNA mit jeweils acht Basen erzeugt. L-DNA ist das synthetisierbare Spiegelbild der natürlichen D-DNA und wird langsamer von Enzymen abgebaut.

DNA wird durch Extraktion gereinigt. Qualitativ lässt sie sich meist mit PCR, isothermer DNA-Amplifikation, Sequenzierung, Southern Blot oder In-situ-Hybridisierung nachweisen; mengenmäßig mit qPCR oder bei gereinigten Einzel-Sequenz-Proben photometrisch bei 260 nm. Eine Extinktion von 1 entspricht bei doppelsträngiger DNA 50 µg/mL, bei einzelsträngiger DNA 33 µg/mL. Als alte DNA (aDNA) gelten Erbgutreste toter Organismen ohne lebende direkte Verwandte; menschliche DNA heißt auch aDNA, wenn die Person mindestens 75 Jahre vor der Untersuchung starb.